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Description
Mind Map by Evelin Zambrano, updated more than 1 year ago
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Created by Evelin Zambrano
over 5 years ago
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SUSTANCIAS FIJADORAS CON FORMOL
- Liquido de Bouin Solución muy usada como alternativo en la formalina cuando queremos fijar ciertos
tejidos como piel, órganos endócrinos, testículos y tejido embrionario en general. Sim embargo no es
apto para la fijación de biopsias renales sobre las cuales provoca una severa distorsión.
- Formol tamponado Es la solución más empleada hoy en día para prevenir el choque osmótico que
provoca la disolución de formalina en agua destilada y el depósito de pigmento formólico que ocurre a
un pH inferior a 6. Se preparada la siguiente manera, como amortiguador se emplea el tampón fosfato
calibrado con pH de 7.0 a 7.2 de la siguiente fórmula: FORMALINA PURA…………………………………..100.0
ml. FOSFATO SÓDICO MONOBÁSICO…………………….4.0 gr. FOSFATO SÓDICO DIBÁSICO
(ANHIDRO**)……..….6.5 gr. AGUA DESTILADA………………………………...….900.0 gr • Se emplea
fundamentalmente para fijar tejidos nerviosos en la preparación de algunas técnicas de impregnación
argéntica. Y se prepara añadiendo una parte de ácido acético glacial a 9 partes de formalina al 10% con
ello se consigue un pH en torno a 2. • * 4gr: no tiene agua, cogemos 3.5gramos si no pone nada en el
bote cogemos 4 gramos. • ** Anhidro: hay que hidratarlo después
- Fijador de Bouin-Hollander Es una variante del líquido de Bouin especialmente indicado para la fijación
de los cilindros de biopsia de médula ósea cuando no es posible controlar el tiempo de fijación de la
muestra en éste líquido, la conservación, puede incluso conservar las 48 horas sin que se produzca
excesivo endurecimiento. Se prepara de la siguiente manera: • ACETATO NEUTRO DE
COBRE………….……………2.5 gr. • ÁC. PÍCRICO……………………………………………..4.0 gr. • FORMALINA
CONCENTRADA……………………....10.0 ml. • ÁC. ACÉTICO GLACIAL……………………….……….1.5 ml. • AGUA
DESTILADA…………………………………..100.0 ml. Para preparar la solución se disuelve primero la sal de
cobre en el agua destilada luego se añade el ácido pícrico y tras filtrarlos el formol y el ácido acético
glacial. Esta solución se conserva indefinidamente a temperatura ambiente el tiempo de fijación oscila
entre 48-72 horas y sigue las mismas precauciones que el líquido de Bouin.
- Solución formol neutro Buffer Se prepara añadiendo a la solución de formalina al 10% una pequeña
cantidad de carbonato cálcico insoluble que queda depositado en el fondo del recipiente neutraliza
esta sal el exceso de acido fórmico que se produce y aunque puede utilizarse todavía para la formación
de tejidos en la práctica ha sido desplazada por las soluciones tamponadas. Formaldehido 37% a 40%
("puro") 100 c.c. Agua destilada 900 c.c. Fosfato de Sodio mono básico 4 gr. Fosfato de Sodio Di básico
(anhidro) 6.5 gr.
- Liquido de Gendre Es una variación que está especialmente diseñada para la fijación del glucógeno y
pigmentos derivados de la hemoglobina. Se prepara por: SOLUCIÓN SATRUADA DE ÁC. PÍCRICO EN
ALCOHOL ETÍLICO AL 70%.....................................80.0 ml. FORMALINA
CONCENTRADA………………………...15.0 ml. ÁC. ACÉTICO GLACIAL………………………………….7.5 ml. El tiempo
de fijación oscila entre 1 y 4 horas. Tras acabar el proceso debe realizarse sucesivamente 2 lavados
cortos en etanol al 80, 95 y 100º.
- Solución de 35: *Solución stock de B5: Esta mezcla es estable durante bastante tiempo pero
concentrado en frasco opaco y oscuridad. CLORURO MERCÚRICO...………………………………… 12.0 gr.
ACETATO SÓDICO...………………………………………….2.5 gr. AGUA DESTILADA
C.S.P…………………………………….200 ml. *Solución de trabajo de B5: Esta solución es inestable debido a
que el formaldehído reduce el sublimado a cloruro mercurioso y mercurio metálico que se depositan
en forma de un precipitado blanco grisáceo, por este motivo y por el elevado índice de endurecimiento
que posee el sublimado, el tiempo de fijación no debe superar las 4 horas.
- Solución fluida de Carnoy. Alcohol absoluto 60 c.c. Cloroformo 30 c.c. Acido Acético glacial 10 c.c. Uso:
fijación de Uteros, tinciones de grasa y glucógeno.
- Solución de Helly. Formaldehido neutro. 37%-40% 4 c.c Agua destilada 100 c.c. Cloruro de Mercurio 5 gr.
Dicromato de Potasio 5 gr. Sulfato de sodio 1 gr. Uso: Tinción de grasa, conservación de secreción de
glándulas, órganos hematopoyéticos, etc.
- Glutaraldehìdo – tetraòxido de osmio. Los fijadores en combinación no tienen necesariamente que
usarse al mismo tiempo. Es habitual que los tejidos destinados a microscopia electrónica sean
inicialmente fijados en glutaraldehìdo (1 al 3 %) y para formaldehido (2 al 4 %), para posteriormente ser
post fijados en tetraòoxido de osmio al 1 % en solución tamponada. Este último es un buen preservador
de la ultra estructura celular, sobre todo membranas, en cooperación con los aldehídos. Esto es
importante porque el proceso para microscopia electrónica supone incubar el tejido en solventes
orgánicos y polimerización de resinas a 60 ◦C, durante las cuales el tejido debe ser preservado
- Glutaraldehìdo: Es uno de los fijadores más usados. En solución polimeriza formando dineros y trímeros.
Los grupos aldehídos que quedan dentro en la molécula polimerizada reaccionan con los grupos aminos
de los amino ácidos de las proteínas, formando puentes entre las moléculas de los tejidos. Los grupos
aldehídos de los extremos, sin embargo, quedan libres, y es importante anularlos para evitar falsos
positivos (por ejemplo, evitando que se unan los anticuerpos durante la inmunocitoquìmica o que se
unan los aldehídos del reactivo de Schiff). Por tanto, es una buena práctica eliminarlos, lo que se puede
hacer mediante la incubación en boro hidruro de sodio al 1 %. El glutaraldehìdo tiene poca velocidad de
penetración, por lo que la fijación por perfusión vascular es recomendada. Se usa a una proporción de
entre el 0,5 y el 3 %.
- Tetròxido de osmio. Es uno de los fijadores más antiguos, se usa desde al menos 1865. En solución
penetra poco en los bloques de tejido, y se recomiendan tamaños no mayores de 0.5 o 1 mm. Se puede
usar tanto en soluci´on como en vapor. No produce artefactos pero hace a las muestras de tejido
frágiles. Forma puentes entre los enlaces insaturados de las cadenas de ácidos grasos de los lípidos de
las membranas celulares. Las hace insolubles, oscuras y opaca a los electrones. Por eso se emplea
habitualmente para las observaciones con el microscopio electrónico, ya que preserva y oscurece las
membranas celulares.
- Formol cálcico o solución de Baker Se emplea como fijador de elección en algunas técnicas de
histoenzimología y se prepara añadiendo cloruro cálcico al 1% a una solución de formalina neutra o
tamponada al 10%
- Formol salino Se utiliza para prevenir el efecto osmótico que provoca el empleo de disoluciones de
formaldehído en agua destilada y se prepara disolviendo 9 gramos de cloruro sódico en 1000 mililitros
de formalina al 10%
- Solución de B-5 y Zenker-Formol (Liquido de Nelly) Ambas mezclas son en esencia casi idénticas. La
denominación B5 corresponde en realidad a una modificación de la de Zenker. La solución de
Zenker-formol contiene dicromato potásico y sulfato sódico. La mayor utilidad de estos fijadores es que
mejoran considerablemente la tinción nuclear, de hecho la fijación en una mezcla que contenga
sublimado es hoy día prácticamente imprescindible para el diagnóstico morfológico en las patologías del
sistema linfoide y hematopoyético.
- Solución de B-5 y Zenker-Formol (Liquido de Nelly) Ambas mezclas son en esencia casi idénticas. La
denominación B5 corresponde en realidad a una modificación de la de Zenker. La solución de
Zenker-formol contiene dicromato potásico y sulfato sódico. La mayor utilidad de estos fijadores es que
mejoran considerablemente la tinción nuclear, de hecho la fijación en una mezcla que contenga
sublimado es hoy día prácticamente imprescindible para el diagnóstico morfológico en las patologías del
sistema linfoide y hematopoyético.
- Formol cálcico o solución de Baker Se emplea como fijador de elección en algunas técnicas de
histoenzimología y se prepara añadiendo cloruro cálcico al 1% a una solución de formalina neutra o
tamponada al 10%
- Tetròxido de osmio. Es uno de los fijadores más antiguos, se usa desde al menos 1865. En solución
penetra poco en los bloques de tejido, y se recomiendan tamaños no mayores de 0.5 o 1 mm. Se puede
usar tanto en soluci´on como en vapor. No produce artefactos pero hace a las muestras de tejido
frágiles. Forma puentes entre los enlaces insaturados de las cadenas de ácidos grasos de los lípidos de
las membranas celulares. Las hace insolubles, oscuras y opaca a los electrones. Por eso se emplea
habitualmente para las observaciones con el microscopio electrónico, ya que preserva y oscurece las
membranas celulares.
- Glutaraldehìdo: Es uno de los fijadores más usados. En solución polimeriza formando dineros y trímeros.
Los grupos aldehídos que quedan dentro en la molécula polimerizada reaccionan con los grupos aminos
de los amino ácidos de las proteínas, formando puentes entre las moléculas de los tejidos. Los grupos
aldehídos de los extremos, sin embargo, quedan libres, y es importante anularlos para evitar falsos
positivos (por ejemplo, evitando que se unan los anticuerpos durante la inmunocitoquìmica o que se
unan los aldehídos del reactivo de Schiff). Por tanto, es una buena práctica eliminarlos, lo que se puede
hacer mediante la incubación en boro hidruro de sodio al 1 %. El glutaraldehìdo tiene poca velocidad de
penetración, por lo que la fijación por perfusión vascular es recomendada. Se usa a una proporción de
entre el 0,5 y el 3 %.
- Glutaraldehìdo – tetraòxido de osmio. Los fijadores en combinación no tienen necesariamente que
usarse al mismo tiempo. Es habitual que los tejidos destinados a microscopia electrónica sean
inicialmente fijados en glutaraldehìdo (1 al 3 %) y para formaldehido (2 al 4 %), para posteriormente ser
post fijados en tetraòoxido de osmio al 1 % en solución tamponada. Este último es un buen preservador
de la ultra estructura celular, sobre todo membranas, en cooperación con los aldehídos. Esto es
importante porque el proceso para microscopia electrónica supone incubar el tejido en solventes
orgánicos y polimerización de resinas a 60 ◦C, durante las cuales el tejido debe ser preservado
- Solución de Helly. Formaldehido neutro. 37%-40% 4 c.c Agua destilada 100 c.c. Cloruro de Mercurio 5 gr.
Dicromato de Potasio 5 gr. Sulfato de sodio 1 gr. Uso: Tinción de grasa, conservación de secreción de
glándulas, órganos hematopoyéticos, etc.
- Solución fluida de Carnoy. Alcohol absoluto 60 c.c. Cloroformo 30 c.c. Acido Acético glacial 10 c.c. Uso:
fijación de Uteros, tinciones de grasa y glucógeno.
- Solución de 35: *Solución stock de B5: Esta mezcla es estable durante bastante tiempo pero
concentrado en frasco opaco y oscuridad. CLORURO MERCÚRICO...………………………………… 12.0 gr.
ACETATO SÓDICO...………………………………………….2.5 gr. AGUA DESTILADA
C.S.P…………………………………….200 ml. *Solución de trabajo de B5: Esta solución es inestable debido a
que el formaldehído reduce el sublimado a cloruro mercurioso y mercurio metálico que se depositan
en forma de un precipitado blanco grisáceo, por este motivo y por el elevado índice de endurecimiento
que posee el sublimado, el tiempo de fijación no debe superar las 4 horas.
- Fijador de Müller Es la disolución acuosa de un fijador simple de dicromato potásico con la adición de
sulfato sódico su importancia actual radica en que se emplea para fabricar los fijadores de Orth y de
Zenker. Lo que llamamos solución madre. Está compuesta de: DICROMATO
POTASICO…………………………………2.5gr. SULFATO SÓDICO………………………………………..1.0 gr. AGUA
DESTILADA ……………………………………100.0 ml. Tiempo de fijación 4 y 8 horas. Tras la fijación es necesario
lavar abundantemente en agua corriente durante unas horas.
- Bouin alcohólico (fijador de Dubosq-Brasil) Es una alternativa de líquido de Bouin cuando la pieza que
se debe fijar es relativamente voluminosa porque posee una velocidad de penetración mucho mas
elevada. Se utiliza también cuando se precisa una fijación específica de sustancias hidrosolubles como
el glucógeno ya que evita su disolución. Se prepara de la siguiente manera: ALCOHOL ETILICO
80%...............................................75.0 ml. ÁC. PÍCRICO………………………………………………0.5 gr. FORMALINA
CONCENTRADA………………...……..30.0 ml. ÁC. ACÉTICO GLACIAL……………………………..….7.5 ml. Mezclar
antes de usar el tiempo medio de fijación para fragmentos con un espesor en torno a 5 milímetros es
de 2 a 3 horas.
- Fijador de Orth Hoy día se emplea exclusivamente en ciertas técnicas de fijación de tejido nervios. Se
prepara de la siguiente manera: Solución stock de Orth: idéntica a la composición del fijador de Müller.
Solución de trabajo: en el momento de su uso se mezclan: SOLUCIÓN STOCK………………………………..90.0
ml. FORMULINA CONCENTRADA………………….10.0 ml. El tiempo de fijación de tejido nervioso es de 48
horas y tras el proceso de fijación los tejidos han de ser lavados abundantemente en agua y
almacenados en alcohol etílico al 70%.
- Solución de Zenker-Formol Eliminación del pigmento mercúrico: *Solución stock de Zenker: - CLORURO
MERCÚRICO………………………………………5gr. - DICROMATO POTÁSICO……………………………….…..2.5 gr. -
SULFATO SÓDICO ……………………………………………1 gr. - AGUA DESTILADA C.S.P. ……………………..………..100.0
ml. * Solución de trabajo: en el momento de su uso mezclamos: - SOLUCIÓN STOCK DE
ZENKER…………………………..95 ml. - FORMALINA CONCENTRADA……………………………...5 ml. Tanto para la
solución almacenada como para la de trabajo deben guardarse las mismas precauciones que para la de
B5
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