Tinciones

Tinciones

1. Tinción de gram

   • tinción que se realiza sobre las bacterias
     • Pasos
       • Recoger la muestra de bacterias a estudio mediante un isopo
         • Extender dicha muestra sobre un portaobjetos y dejarla secar
           • Fijar la muestra mediante un alcohol (metanol).
             • Aplicar el tinte de violeta de genciana sobre el portaobjetos y esperar un minuto.
               • Enjuagar la muestra con agua y aplicar un fijador del violeta de genciana (lugol).

2. Tinción de Wright

   • Las tinciones hematológicas son conjunto de técnicas necesarias para teñir y diferenciar los distintos componentes celulares de la sangre.
     • Llenar de agua la cubeta para que los colorantes no se peguen al fondo.
       • Colocar las varillas paralelas sobre los bordes de la cubeta.
         • Colocar las extensiones sanguíneas sobre las varillas paralelas.
           • Cubrir las extensiones con un volumen conocido de solución de Wright durante dos minutos. Se producirá la fijación de la extensión.
             • Añadir el mismo volumen de agua destilada, soplando ligeramente con la pipeta para homogeneizar la mezcla, durante 3-4 minutos. Se producirá la tinción de la extensión.
               • Lavar los frotis teñidos con agua destilada hasta eliminar los restos de colorante.
                 • Secar las extensiones al aire.

3. Tinción de Ziehl-Neelsen

   • usada para la identificación de bacilos de genero Mycobacterium tuberculosis, en muestras de esputo, jugo gástrico, orina, heces, otros fluidos biológicos y tejidos, mediante la tinción de frotis, entre otros
     • Lavar con agua corriente.
       • Cubrir el preparado con Fucsina básica durante 20 minutos.
         • Lavar con agua destilada, a fin de preservar la calidad y el rendimiento.
           • Decolorar con el decolorante haciéndolo correr por el preparado.
             • Lavar con agua destilada y Cubrir con azul de metileno durante 1 minuto.
               • Lavar con agua destilada. Realizar dos pasajes por alcohol 96° (a fin de deshidratar). Realziar un pasaje por alcohol 100° (a fin de deshidratar). Realizar un pasaje por Xileno, Pathoclear Plus o BioClear (a fin de aclarar).
                 • Montar con Bálsamo de Canadá sintético.

4. Tinción hematoxilina-eosina

   • tiñe estructuras ácidas (basófilas)
     • Sumergir los preparados histológicos en xileno para eliminar los excesos de parafina.
       • Pasar por una serie de alcoholes en concentración decreciente para rehidratar la muestra (100°, 96° y 70°). y lavar en agua para eliminar exceso de alcohol
         • Sumergir en hematoxilina por 10 minutos, luego lavar en agua para eliminar excesos y pasar rápidamente por alcohol ácido. Lavar nuevamente
           • Sumergir 30 segundos en eosina. Pasar por otra serie de alcoholes, esta vez en orden creciente (70°, 95° y 100°) para deshidratar la muestra y que se pueda realizar el montaje con un pegamento no soluble en agua.
             • Finalmente remojar 10 minutos en xileno, antes de realizar el montaje final.

5. Tinción simple

   • afinidad que va a tener la pared bacteriana por un colorante.
     • Realizar la extensión sobre un portaobjetos a partir de la muestra. Dejar secar al aire.
       • Fijar la extensión con calor.
         • Teñir el portaobjetos por decantación, y esperar el tiempo necesario según el colorante utilizado: Azul de metileno: 1 minuto. Violeta de genciana: 30-45 segundos. Cristal Violeta: 15 segundos. Fuchsinas y safraninas: 1 minuto.
           • Lavar la preparación con agua destilada para eliminar el exceso de colorante.
             • Dejar secar la preparación al aire. Observar la preparación al microscopio óptico.